Related Links
بهینه‌سازی روش استخراج DNA ژنومی در برخی خزه‌ها | ||
| Rostaniha | ||
| Article 7, Volume 19, Issue 2 - Serial Number 56, October 1397, Pages 165-175 PDF (350.63 K) | ||
| Document Type: مقاله پژوهشی | ||
| DOI: 10.22092/botany.2019.124264.1130 | ||
| Authors | ||
| سمیه قاسم زاده برکی* 1; صدیقه نیک ذات سیاهکلایی2; امیر موسوی3 | ||
| 1دانش‌آموخته کارشناسی ارشد ژنتیک، باشگاه پژوهشگران جوان، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تهران شمال، ایران | ||
| 2دانش‌آموخته دکتری سیستماتیک گیاهی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران | ||
| 3دانشیار پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک و زیست فناوری، تهران، ایران | ||
| Abstract | ||
| در خزه‌گیان (بریوفیت‌ها)، به علت حضور ترکیبات آلی و متابولیت‌های ثانویه بسیار زیاد از قبیل پلی‌ساکاریدها و ترکیبات فنولی، استخراج DNA و در پی آن واکنشPCR با مشکلات متعددی مواجه است. با این حال، روش‌های متعددی جهت استخراج ژنوم در گیاهان غیرآوندی (بی‌گل) از جمله روش سیلیکاژل و همچنین کیت‌های مختلف تجاری توسط محققان مورد استفاده قرار گرفته است که از یک سو، پرهزینه و از سوی دیگر، ممکن است از لحاظ زیست محیطی دارای مواد خطرناکی باشند. با توجه به استفاده از مواد خطرناک همچون فنول، نیتروژن مایع و همچنین مقرون به صرفه نبودن موادی همچون پروتییناز K و کیت‌های استخراج، یافتن روشی مناسب برای کاهش این گونه ترکیبات و کاهش هزینه‌ها بسیار ضروری به نظر می‌رسد. این مطالعه، با هدف معرفی روش استخراج بهینه شده CTAB در نه گونه خزه در ایران شامل: Homalothecium sericeum، Neckera complanata،Anomodon viticulosus،Trichostomum brachydontium، Dicranum scoparium، Tortula sp.،Plagiomnium cuspidatum،Eurhynchium sp. و Neckera crispaو مقایسه این روش با سه کیت استخراج DNA Vivantus، Biobasic و Rana انجام شد. کمیت DNA های استخراج شده توسط روش نانومتری مشخص و جهت بررسی کیفیت DNA ی استخراج شده علاوه بر الکتروفورز ژل آگارز 1%، از دو نشانگر مولکولی SCoT وISSR نیز استفاده گردید. نتایج نشان داد که DNA ی ژنومی استخراج شده با وجود آلودگی نمونه‌ها به متابولیت‌های ثانویه، نسبتا دارای خلوص و کیفیت مطلوب‌تری می‌باشد و حذف مواد پرهزینه مانند نیتروژن مایع و پروتییناز K و نیز استفاده از ترکیباتی همچون SDS، Triton X-100 و آمونیوم استات در جهت بهینه کردن کیفیت DNA ژنومی از کارآیی مناسب‌تری برخوردار می‌باشد. | ||
| Keywords | ||
| پروتییناز K; گیاهان بی‌گل; مواد خطرناک; هزینه‌بر; Triton X-100 | ||
| References | ||
|
Akhani, H. & Kürschner, H. 2004. An annotated and updated checklist of the Iranian bryoflora. Cryptogamie, Bryologie 25: 315–347.
Angeles, J.C., Laurena, A.C. & Mendoza, E.M. 2005. Extraction of genomic DNA from the lipid-polysaccharide & polyphenol-rich coconut (Cocos nucifera L.). Plant Molecular Biology Reporter 23: 297a–297i.
Crespo Padro, C.D., Terracciano, S., Giordano, S. & Spagnulo, V. 2014. Molecular markers based on PCR methods: a guideline for mosses. Cryptogamie, Bryologie 35: 229–246.
Doyle, J.J. & Doyle, J.L. 1990. Isolation of plant DNA from fresh tissue. Focus 12: 13–15.
Fernandez, C., Shevock, J.R. & Glazer, A.N. 2006. Cryptic species within a cosmopolitan desiccation-tolerant moss: Grimmia laegivata. Proceedings of Natural Academy of Sciences 103: 637–642.
Ghahreman, A., Mehdigholi, K., Attar, F. & Nejadsattari, T. 2003. A preliminary study of moss flora of Golestan province and comparison with Iranian mosses. Iranian Journal of Botany 10: 63–81.
Goffinet, B., Hollowel, V.C. & Magill, R.E. 2004. Molecular Systematics of Bryophytes. Missouri Botanical Garden Press, USA. 448 pp.
Goffinet, B. & Buck, W.R. 2004. Systematics of Bryophyta: from molecules to a revised classification. Pp. 205–239.
Goffinet, B., Budke, J.M. & Newman, L. 2011. Micromitriaceae, a new family of highly reduced mosses. Taxon60: 1245–1254.
Heidari Japelaghi, R., Haddad, R. & Garoosi, G.A. 2011. Rapid and efficient isolation of high quality nucleic acids from plant tissues rich in polyphenols and polysaccharides. Molecular Biotechnology 49: 129–137.
Križman, M., Jakše, J., Baričevič Javornik, B. & Prošek, M. 2006. Robust CTAB-activated charcoal protocol for plant DNA extraction. Acta Agriculturae Slovenica 87(2): 427–433.
Kürschner, H. & Frey, W. 2011. Liverworts, mosses and hornworts of Southwest Asia (Marchantiophyta, Bryophyta, Anthocerotophyta). Nova Hedwigia (Suppl. 139): 240 pp.
Mikulaskova, E. & Fer, T. & Kucabova, V. 2012. The effect of different DNA isolation protocols and AFLP fingerprinting optimizations on error rate estimates in the bryophyte Campylopus introflexus. Lindbergia 35: 7–17.
Mittmann, F., Dienstbach, S. & Wagner, G. 2007. Large scale extraction of high quality moss DNA. Russian Journal of Plant Physiology 54: 564–568. Moore, P.D. 1998. Plant extinction: frondless ferns lie low to survive. Nature392: 661–662.
Newton, A.E., Cox, C., Duckett, J.G., Wheeler, G., Goffinet, B., Hedderson, T.A.G. & Mishler, B.D. 2000. Evolution of the major moss lineages. The Bryologist103: 187–211.
Pedersen, N., Russel, S.J. & Newton, A.E. 2006. A novel molecular protocol for the rapid extraction of DNA from bryophytes and the utility of direct amplification of DNA from a single dwarf male. The Bryologist 109: 257–264.
Sahu, S.K., Thangaraj, M. & Kathiresan, K. 2012. DNA Extraction Protocol for Plants with High Levels of Secondary Metabolites and Polysaccharides without Using Liquid Nitrogen and Phenol. ISRN Molecular Biology.
Schlink, K. & Reski, R. 2002. Preparing high-quality DNA from moss Physcomitrella patens. Plant Molecular Biology 20: 423–423.
Smith, A.J.E. 2004. The Moss Flora of Britain and Ireland. Cambridge, Cambridge University Press. 1012 pp.
Vanderpoorten, A. & Shaw, A.J. 2010. The application of molecular data to the phylogenetic delimitation of species in bryophytes: A note of caution. Phytotaxa 9: 229–237.
Xin, Z.G., Velten, J.P. & Oliver, M.J. 2003. High-throughput DNA extraction method suitable for PCR. Biotechniques 34: 820–826.
| ||
|
Statistics Article View: 1,131 PDF Download: 698 |
||
Journal management system. designed by sinaweb