(2021). راه اندازی و ارزیابی الایزای غیرمستقیم ویروس های کاپری پاکس با استفاده از بیان پروتئین P32 کوتاه شده در Ecoli. , 76(3), 471-485. doi: 10.22092/ari.2020.343355.1501
. "راه اندازی و ارزیابی الایزای غیرمستقیم ویروس های کاپری پاکس با استفاده از بیان پروتئین P32 کوتاه شده در Ecoli". , 76, 3, 2021, 471-485. doi: 10.22092/ari.2020.343355.1501
(2021). 'راه اندازی و ارزیابی الایزای غیرمستقیم ویروس های کاپری پاکس با استفاده از بیان پروتئین P32 کوتاه شده در Ecoli', , 76(3), pp. 471-485. doi: 10.22092/ari.2020.343355.1501
راه اندازی و ارزیابی الایزای غیرمستقیم ویروس های کاپری پاکس با استفاده از بیان پروتئین P32 کوتاه شده در Ecoli. , 2021; 76(3): 471-485. doi: 10.22092/ari.2020.343355.1501

راه اندازی و ارزیابی الایزای غیرمستقیم ویروس های کاپری پاکس با استفاده از بیان پروتئین P32 کوتاه شده در Ecoli

Archives of Razi Institute
Article 11, Volume 76, Issue 3, January 0, Pages 471-485    PDF (669.61 K)
Document Type: مقالات پژوهشی
DOI: 10.22092/ari.2020.343355.1501
Abstract
بیماری لامپی‌اسکین (LSD)، آبله‌ی گوسفندی (SPP) و آبله بزی (GTP)، به‌عنوان بیماری‌های اخطارکردنی، آثار شگرفی بر صنعت پرورش گاو، گوسفند و بز دارد. ایجاد و راه‌اندازی روش الایزا می‌تواند به‌طور موثری به تشخیص سرمی حیوانات آلوده کمک نماید. این پژوهش با هدف راه‌اندازی یک سیستم الایزا بر اساس پروتئین‌های نوترکیب P32 کامل و کوتاه شده (Tr.P32) ویروس آبله‌ی بزی انجام شد. پروتئین P32 با استفاده از وکتور pET24a+ در سویه Rostta باکتری Ecoli بیان شد و با استفاده از روش‌های SDS-PAGE و وسترن‌بلاتینگ ارزیابی شد. سپس Tr.P32 در شرایط واسرشته‌سازی با استفاده از روش Ni-NTA کروماتوگرافی افینیتی خالص‌سازی، و برای راه‌اندازی الایزای اختصاصی ویروس‌های کاپری‌پاکس استفاده شد. سپس با روش تیتراسیون چکربورد و آنالیز ROC به ترتیب برای بهینه‌سازی سیستم الایزا و تعیین اختصاصیت و حساسیت آن استفاده شد. پتانسیل تشخیصی سیستم الایزای طراحی‌شده با استفاده از سرم‌های کنترل مثبت و منفیِ جمع‌آوری شده از بز، گوسفند و گاو ارزیابی شد. نتایج نشان داد که بیان پروتئین کامل P32 ناچیز بود در حالی‌که Tr.P32، به عنوان یک پروتئین نوترکیب 31 کیلو دالتونی، تا سطح 300/0-270/0 میلی‌گرم به ازای هر 200 میلی‌لیتر محیط کشت بیان شد. نتایج بهینه‌سازی با روش چکربورد نشان داد که 675 نانوگرم Tr.P32 به ازای هر چاهک و رقت 1:10 از سرم‌های کنترلی (سرم‌های هایپرایمیون ضد ویروس آبله‌ی بزی و سرم‌های غیر ایمن) بیشترین اختلاف در جذب نوری بین نمونه‌های سرمی مثبت و منفی بزی را در پی داشت. پروتئین نوترکیب Tr.P32 واکنش خوبی با آنتی‌بادی علیه ویروس‌های آبله‌ی بزی (GTPV)، آبله‌ی گوسفندی (SPPV) و ویروس عامل LSD (LSDV) داشت، در حالی‌که هیچ‌گونه واکنش متقاطعی با ویروس Orf نشان نداد. با مقایسه نتایج شاخص خنثی‌سازی (NI)، cut off، و حساسیت و اختصاصیت تشخیصی سیستم الایزای غیرمستقیم طراحی شده به ترتییب 397/0، 94% و 6/96 درصد اندازه‌گیری شد. این یافته‌ها نشان داد که سیستم الایزای طراحی‌شده بر اساس پروتئین Tr.P32 می‌تواند برای استفاده در تشخیص سرمی همه‌ی ویروس‌های کاپری-پاکس استفاده شود؛ با این حال، لازم است مطالعات بیشتری در این زمینه انجام شود.
Keywords
الایزا; آبله بزی; بیماری لامپی اسکین; پروتئین P32; آبله گوسفندی
References
  1. Diallo A, Viljoen GJ. Genus capripoxvirus. Poxviruses: Springer; 2007. p. 167-81.
  2. Murphy FA, Fauquet CM, Bishop DH, Ghabrial SA, Jarvis AW, Martelli GP, et al. Virus taxonomy: classification and nomenclature of viruses: Springer Science and Business Media; 2012.
  3. Davies FG. Lumpy skin disease, an African capripox virus disease of cattle. Br Vet J. 1991;147(6):489-503.
  4. Tuppurainen ESM, Venter EH, Shisler JL, Gari G, Mekonnen GA, Juleff N, et al. Review: Capripoxvirus Diseases: Current Status and Opportunities for Control. Transbound Emerg Dis. 2017;64(3):729-45.
  5. OIE. Manual of   Diagnostic   Tests   and   Vaccines   for Terrestrial  Animals. OIE: Paris; 2017.
  6. Babiuk S, Bowden T, Boyle D, Wallace DB, Kitching R. Capripoxviruses: an emerging worldwide threat to sheep, goats and cattle. Transbound Emerg Dis. 2008;55(7):263-72.
  7. Heine HG, Stevens MP, Foord AJ, Boyle DB. A capripoxvirus detection PCR and antibody ELISA based on the major antigen P32, the homolog of the vaccinia virus H3L gene. J Immunol Methods. 1999;227(1):187-96.
  8. Ireland DC, Binepal YS. Improved detection of capripoxvirus in biopsy samples by PCR. J Virol Methods. 1998;74(1):1-7.
  9. Lamien CE, Lelenta M, Goger W, Silber R, Tuppurainen E, Matijevic M, et al. Real time PCR method for simultaneous detection, quantitation and differentiation of capripoxviruses. J Virol Methods. 2011;171(1):134-40.
  10. Gari G, Biteau-Coroller F, LeGoff C, Caufour P, Roger F. Evaluation of indirect fluorescent antibody test (IFAT) for the diagnosis and screening of lumpy skin disease using Bayesian method. Vet Microbiol. 2008;129(3-4):269-80.
  11. Kitching R, Hammond J, Black D. Studies on the major common precipitating antigen of capripoxvirus. J Gen Virol. 1986;67(1):139-48.
  12. Chand P, Kitching R, Black D. Western blot analysis of virus-specific antibody responses for capripox and contagious pustular dermatitis viral infections in sheep. Epidemiol Infect. 1994;113(2):377-85.
  13. Madhavan A, Venkatesan G, Kumar A. Capripoxviruses of small ruminants: current updates and future perspectives. Asian J Anim Vet Adv. 2016;11(12):757-70.
  14. Haegeman A, De Vleeschauwer A, De Leeuw I, Vidanović D, Šekler M, Petrović T, et al. Overview of diagnostic tools for Capripox virus infections. Prev Vet Med. 2019:104704.
  15. Babiuk S, Wallace D, Smith S, Bowden T, Dalman B, Parkyn G, et al. Detection of antibodies against capripoxviruses using an inactivated sheeppox virus ELISA. Transbound Emerg Dis. 2009;56(4):132-41.
  16. Tulman ER, Afonso CL, Lu Z, Zsak L, Sur JH, Sandybaev NT, et al. The Genomes of Sheeppox and Goatpox Viruses. J Virol. 2002;76(12):6054-61.
  17. Tulman E, Afonso C, Lu Z, Zsak L, Kutish G, Rock DL. Genome of lumpy skin disease virus. J Virol. 2001;75(15):7122-30.
  18. Carn VM, Kitching RP, Hammond JM, Chand P. Use of a recombinant antigen in an indirect ELISA for detecting bovine antibody to capripoxvirus. J Virol Methods. 1994;49(3):285-94.
  19. Bowden TR, Coupar BE, Babiuk SL, White JR, Boyd V, Duch CJ, et al. Detection of antibodies specific for sheeppox and goatpox viruses using recombinant capripoxvirus antigens in an indirect enzyme-linked immunosorbent assay. J Virol Methods. 2009;161(1):19-29.
  1. Venkatesan G, Teli MK, Sankar M, Kumar A, Dashprakash M, Arya S, et al. Expression and evaluation of recombinant P32 protein based ELISA for sero-diagnostic potential of capripox in sheep and goats. Mol Cell Probes. 2018;37:48-54.
  2. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual: Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989.
  3. da Fonseca FG, Wolffe EJ, Weisberg A, Moss B. Characterization of the vaccinia virus H3L envelope protein: topology and posttranslational membrane insertion via the C-terminal hydrophobic tail. J Virol. 2000;74(16):7508-17.
  4. Singh K, Gittis AG, Gitti RK, Ostazeski SA, Su H-P, Garboczi DN. The vaccinia virus H3 envelope protein, a major target of neutralizing antibodies, exhibits a glycosyltransferase fold and binds UDP-glucose. J Virol. 2016;90(10):5020-30.
  5. Kumar A, Venkatesan G, Kushwaha A, Kumar PS, Ramakrishnan M, Dhar P. Expression and Purification of Recombinant Immunogenic Proteins of Goat Poxvirus in Prokaryotic System. Int J Curr Microbiol App Sci. 2019;8(1):1984-90.
  6. Tuppurainen E, Venter EH, Shisler JL, Gari G, Mekonnen G, Juleff N, et al. Capripoxvirus diseases: current status and opportunities for control. Transbound Emerg Dis. 2017;64(3):729-45.
Statistics
Article View: 2,023
PDF Download: 887


counter
Journal management system. designed by sinaweb